Les gènes de l’ARNR

Table des matières

1 – Introduction
1.1 – Le nucléole
1.1.1 – Structure du nucléole
1.1.2 – NORs
1.1.3 – Fonctions du nucléole
1.2 – Le ribosome
1.2.1 – Structure du ribosome
1.2.2 – Ribosomopathies
1.3 – La biogénèse des ribosomes
1.3.1 – Les gènes de l’ARNr
1.3.2 – Transcription des gènes de l’ARNr
1.3.3 – Maturation des ARNr et assemblage du ribosome
1.3.4 – La méthylation aux promoteurs des gènes de l’ARNr
1.4 – Les facteurs de régulation de la biogénèse des ribosomes
1.4.1 – Introduction des différents facteurs de régulation
1.4.1 – UBF
1.4.2 – SL1
1.4.3 – RPI
1.4.4 – Rrn3
1.4.5 – TTF1
1.5 – La formation du complexe de préinitiation
1.5.1 – Mécanisme
1.5.2 – Initiation
1.5.3 – Élongation
1.5.4 – Terminaison
1.5.5 – Réinitiation
1.6 – La bio-informatique
1.6.1 – Historique de la bio-informatique
1.7 – Techniques de séquençage haut-débit
1.7.1 – Historique du séquençage
1.7.2 – Illumina HiSeq 2000
1.7.3 – ChIP-seq
1.7.4 – DNase-seq
1.8 – Hypothèses et objectifs
1.8.1 – Hypothèses du mémoire
1.8.2 – Objectifs du mémoire
2 – A deconvolution protocol for ChIP-seq reveals analogous enhancer structures on the mouse and human ribosomal RNA genes
2.1 – Avant-propos
2.2 – Résumé
2.3 – Abstract
2.4 – Introduction
2.5 – Materiels and Methods
2.5.1 – Chromatin immunoprecipitation (ChIP)
2.5.2 – Analysis of ChIP sample by massively parallel sequencing
2.5.3 – ChIP-Seq data alignment
2.5.4 – Deconvolution protocol
2.5.5 – Alignment of ChIP-nexus data
2.5.6 – Data availability
2.6 – Results
2.6.1 – ChIP-Seq profiles result from a convolution of the protein crosslinking and sequencing coverage profiles
2.6.2 – Deconvolution of ChIP-Seq data provides greatly improved resolution in protein-DNA interaction maps
2.6.3 – Reproducibility of deconvolution factor-binding profiles
2.6.4 – UBF positionning over the 47S transcribed region is not random
2.6.5 – Applying deconvolution ChIP-Seq to map the mouse rDNA Spacer Promoter
2.6.6 – Deconvolution ChIP-Seq also identifies a Spacer Promoter within the Human rDNA
2.6.7 – The chromatin contexts of the human and mouse Spacer Promoters are closely similar
2.6.8 – A common mode of TBP-complex binding at the human Spacer and 47S Promoters
2.6.9 – Identification of potential Enhancer Repeat in the human rDNA
2.7 – Discussion
2.8 – Acknowledgments
2.9 – Conflict of interest
2.10 – References
3 – Étude du rôle du facteur architectural UBF : une étude à la grandeur du génome
3.1 – Avant-propos
3.2 – Résumé
3.3 – Abstract
3.4 – Introduction
3.5 – Matériels et méthodes
3.5.1 – Description et utilisation de Bowtie2
3.5.2 – Description et utilisation de MACS2
3.5.3 – Description et utilisation de BEDOPS
3.5.4 – Description et utilisation de GREAT
3.5.5 – Description et utilisation de R
3.5.6 – Description et utilisation de HOMER
3.6 – Résultats
3.6.1 – Distance des pics d’UBF par rapport aux sites d’initiation de la transcription
3.6.2 – Chevauchement avec les marques d’histones actives et répressives
3.6.3 – Chevauchement avec les régions sensibles à la DNase I
3.6.4 – Perte d’accessibilité à la DNase I lors du KO d’UBF
3.6.5 – Colocalisation des gènes dérégulés dans les expériences de microarray avec les pics d’UBF plus enrichis avant le KO d’UBF
3.7 – Discussion
3.7.1 – UBF se retrouve près des sites d’initiation de la transcription
3.7.2 – UBF colocalise avec les marques d’histones actives
3.7.3 – UBF se retrouve aux endroits accessibles à la DNase I
3.7.4 – Il y a peu de perte d’accessibilité à la DNase I après le KO d’UBF
3.7.5 – La perte d’accessibilité à la DNase I après le KO d’UBF n’est pas en lien avec la dérégulation des gènes
4 – Discussion et Conclusion
4.1 – La procédure de déconvolution
4.2 – Utilisation de la déconvolution dans le but de cartographier le spacer promoter
4.3 – Utilisation de la déconvolution dans le but de cartographier les différents facteurs de transcription
4.4 – Rôle d’UBF à l’échelle du génome
4.5 – Conclusion
Bibliographie
Annexe I – Script DeconvoNorm
Annexe II – Article publié 4e auteur
Annexe II – Résumé